La vie des cellules face caméra

Comment réagit une cellule quand on perturbe son ADN ? Que se passe-t-il quand on modifie l’interaction entre deux molécules ? Ces événements biologiques, trop microscopiques et trop brefs pour être visibles à l’œil nu, sont désormais observables en vidéo. « Les systèmes d’imagerie, explique Sébastien Huet, un des responsables de la plate-forme de microscopie MRic(1), à Rennes, et chercheur à l’Institut de génétique et développement de Rennes (IGDR), sont assez performants en résolution ou vitesse d’acquisition des images pour observer, soit des détails de quelques centaines de nanomètres, soit des processus d’une durée qui peut être inférieure à la seconde. Le tout sans tuer les cellules ! »

Conserver un environnement propice à la vie cellulaire lors de l’observation est indispensable. « Les cellules peuvent survivre et se dupliquer dans un milieu liquide à 37 °C sur une lame de verre. » Pour obtenir des images de qualité optimale, l’objectif du microscope ne peut pas plonger dans le liquide, il est donc installé sous la lame (microscopie inversée).

Des marqueurs fluorescents

L’autre contrainte concerne la fluorescence, une technique de marquage sur laquelle la majorité des systèmes de la plate-forme MRic se base : des marqueurs fluorescents sont fixés aux éléments à observer dans la cellule. Une fois excités par des lasers, ils émettent différentes couleurs en retour. La membrane cellulaire devient rouge, son noyau devient vert ou une protéine spécifique devient bleue. « Mais les lasers doivent envoyer beaucoup de lumière pour obtenir des images exploitables. Le risque est de tuer les cellules. Il y a un compromis à trouver entre la phototoxicité et la qualité de la vidéo finale. »

Avant, pour repérer une protéine par fluorescence, il fallait insérer un anticorps marqué avec un fluorophore organique de synthèse, ce qui nécessitait au préalable de tuer la cellule. Depuis quatre ans, les chercheurs sont capables de modifier le génome d’une cellule pour qu’elle produise elle-même une protéine fluorescente. « Celle-ci peut alors se greffer à la molécule qui nous intéresse », dit Sébastien Huet.

Depuis 2000, la plate-forme MRic de Biosit(2) mutualise une vingtaine de systèmes d’imagerie dont certains ont été développés en amont en laboratoire. Les chercheurs de l’IGDR ont notamment mis au point en 2014 le système FastFLIM(3) dont l’objectif est d’étudier la dynamique des interactions entre les protéines. « Du fait d’une résolution trop faible, la microscopie de fluorescence classique ne permet pas d’observer directement ces interactions. L’idée est de mesurer le temps que mettent les marqueurs fluorescents liés aux protéines à se désexciter, donc à s’éteindre. Car ce temps varie en fonction des interactions. » L’autre solution, actuellement en développement à l’IGDR, est d’utiliser des fluorophores activables sur commande. « Les protéines s’allument alors les unes après les autres et non simultanément, ce qui permet de les localiser une par une avec une bien meilleure résolution. » Ce nouveau système sera transféré à la plate-forme MRic une fois fonctionnel, d’ici à un ou deux ans.